Lernergebnisse/Kompetenzen

Die Teilnehmer besitzen Grundkenntnisse über die fundamentalen Prinzipien der Biologie erlangen. Kenntnisse über Klassen biologischer Makromoleküle, zellulärer Strukturen und Organellen sowie grundlegender zellulärer Mechanismen (Transkription, Translation, Replikation, Enzymfunktion, Energieproduktion). Kenntnis und Verständnis der DNA Synthese Nach Abschluss des Moduls sind Studierende in der Lage

- die Charakteristika von verschiedenen Klassen biologischer Makromoleküle (Proteine, Lipide, Kohlenhydrate und Nukleinsäuren) zu benennen und ihre Bedeutung im biol. Zusammenhang zu erklären.

- den Zellaufbau, sowie den Prozess der Genexpression von Pro- und Eukaryoten (Genorganisation, Transkription, Translation und posttranslationale Modifizierung von Proteinen) vergleichend wiederzugeben. - die Strukturen, Funktionen und Transportprozesse biologischer Membranen zu erklären.

- die Arbeitsweise von Energiesystemen, Stoffwechselsystemen und Enzymen zu beschreiben.

- ausgewählte molekularbiologische Methoden (siehe Inhalte) zu erläutern und ihre Anwendungsgebiete zu benennen.

- unter Anleitung mit den grundlegenden Messgeräten und Apparaturen (z.B. Feinwaage, Hubkolbenpipette,...) der Molekularbiologie fachgerecht umzugehen und deren Funktionsweise zu erläutern.

Inhalte

Vorlesung

Die Biowissenschaften und ihre chemischen Grundlagen

Eigenschaften und Entstehung des Lebens: Kriterien für Leben; Evolution und natürliche Selektion; Reaktivität von Atomen, Chemische Bindung; Säuren und Basen

Struktur und Funktion biologischer Makromoleküle

Charakterisierung von Makromolekülen (funktionelle Gruppen, Isomerien, Hydrolyse- und Kondensationsreaktionen); Proteine (Aminosäuren, Peptidbindung, Proteinstrukturen, Modifizierung von Proteinen, Proteinfaltung); Kohlenhydrate (Zucker, glykosidische Bindung, Zuckerpolymere, Modifizierung von Zuckern); Lipide (gesättigte und ungesättigte Fettsäuren, Triglyceride, Phospholipide); Nukleinsäuren (Nukleotide, DNA-Strukturen, RNA-Aufbau, Formen von RNA)

Zellen und Zellenergie

Pro- und Eukaryoten; Vielzelligkeit und Zellspezialisierung Strukturmerkmale von Zellen: Mikroskopie; Bestandteile pro- und eukaryotischer Zellen. Zellmembranen und ihre Dynamik: Aufbau biologischer Membranen; Erkennung und Adhäsion von Zellen; Energetik lebender Systeme; Membrantransport; Endo- und Exocytose; Membran als Plattformen für Energieumwandlung, chemische Synthesen und Informationsverarbeitung. Zellen als Energie- und Stoffwechselsysteme: Aktivierungsenergie; Arbeitsweise und Regulation von Enzymen; Energieproduktion in Stoffwechselwegen; Energieumwandlung in Chloroplasten und Mitochondrien

Grundlagen der Genetik

Genexpression bei Pro- und Eukaryoten: Genorganisation; Transkription (Promotoren, RNA- Polymerasen und ihre Hilfsfaktoren); genetische Kode; Translation (Ribosomen, tRNAs, Ablauf der Translation); Transport und post-translationelle Modifizierung von Proteinen. Replikation von DNA: Enzymatische DNA-Synthese; Meselson- Stahl-Experiment; Chemismus der enzymatischen DNA-Synthese; Arbeitsweise von DNA-Polymerasen; Replikationsmechanismus. Führungsstrang + Folgestrang, Strangpolarität, Okazaki- Fragmente, Polymerase-Prozessivität, Klammerprotein, Replisom. Replikationsursprung in Pro- und Eukaryoten. Telomere + Telomerase. Replikationsgenauigkeit: Proofreading. Fehlpaarungsreparatur. Polymerase-Ketten-Reaktion (PCR). DNA-Sequenzierung. DNA Mutationen: Genotyp, Phänotyp, Selektion. Mutationstypen. Ames-Test. Direkte Reparatur, Basen- und NukleotidExzisionsreparatur, Verknüpfung nicht-homologer Strangenden. Homologe Rekombination: Holliday-Struktur, Spleiß- + Flickenrekombinante. SOS-Antwort + Zellzykluskontrolle. Mobile genetische Elemente: Insertionselement, Transposon, Transposon-Replikation

Viren + Bakteriophagen

Genomvielfalt, Aufbau, genereller Replikationszyklus, Lyse + Lysogenie, Retrovirus, Transkription + Replikation, Viroid, Prion

Mikroorganismen

Bakterien: zellulärer Aufbau, Morphologie, Zellteilung, Wachstumskontrolle, Pathogenität, Virulenzfaktoren, DNA Austausch durch Transduktion, Transformation, Konjugation, F-Plasmid, Resistenzmechanismen. Genregulation: Endprodukthemmung, Lac Operon, Substratinduktion Antibiotika-Wirkung, Agardiffusionstest, Minimale Hemmstoffkonzentration. Antibiotika-Resistenz und - Mechanismen. Resistenzplasmid. Genom, essentielle Gene, Restriktion und Modifikation (Restriktionsenzyme).

Molekularbiologische Methoden

DNA-Sequenzierung, Ames-Test, Polymerase-Ketten-Reaktion (PCR), DNA Kartierung, DNA Fingerprinting, Southernblot, Rekombinante DNA-Technologie, Rekombinante DNA Technologie: Klonierung, Kartierung, Restriktion und Ligation, cDNA Klonierung, 14 Geninaktivierung. Heterologe Genexpression. Biotechnologie, Pharming

Eukaryotische Genetik

Monogenetische Erkrankungen. Stammzellen (Typen und Konzepte), Mitose, Meiose, Zellzyklus, die Mendelschen Regeln, Zellkommunikation und Signalketten, Apoptose, Krebs-entstehung, Grundlagen des Immunsystems der Säugetiere

Praktikum

- Charakterisierung von Proteinen (kolorimetrische Proteinbestimmung; Trennung durch denaturierende Polyacrylamidgelelektrophorese; Bestimmung der relativen Molekularmasse mittels Eichgerade).

- Proteinsynthese in Bakterien bei Wachstum auf unterschiedlichen Kohlenstoffquellen (β- Galaktosidase Assay).

- Wirkung von Antibiotika auf Mikroorganismen.

- Erbgut-verändernde Wirkung von Chemikalien bei Bakterien (Ames Test).

- Genexpressionsanalyse durch Färbung von Fliegenzellen.

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Lernergebnisse/Kompetenzen

Die Studierenden können die theoretischen und praktischen Grundlagen der Synthetischen Biologie in prokaryotischen und eukaryotischen Systemen (Hefe, Pflanzen, Tiere) beschreiben und die Prinzipien und Ansätze der molekularen Systembiotechnologie zuordnen. Sie sind in der Lage, die neuen Technologien und Ansätze der Synthetischen Biologie anzuwenden: neue Klonierungsmethoden, synthetische Schalter, signal-, optogenetische und metabolische Netzwerke aufzubauen für die Grundlageforschung sowie biotechnologische Anwendungen. Sie sind in der Lage, wissenschaftliche Fragestellungen zu entwickeln und zu formulieren, Experimente zu planen und die Resultate dokumentieren, selbständig interpretieren und zu präsentieren. Die Studierenden sind imstande die Grundlagen der zellulären Signalverarbeitung und den metabolischen Vorgängen in Prokaryoten und Eukaryoten sowie Konzepten und Methoden der quantitativen Biologie, um diese Systeme zu beschreiben. Dies beinhaltet die Fähigkeit biochemische Ratengleichungen am Computer zu simulieren und statistische Analysen von experimentell gewonnenen Daten durchzuführen. Die Studierenden sind in der Lage das Wissen über das Erstellen und Lösen von Differentialgleichungen zu erläutern. Sie sind in der Lage quantitative Messungen selbständig im Labor durchzuführen, auszuwerten und bewerten. Sie können eigenständig ein selbstausgesuchtes Thema unter Zuhilfenahme englischsprachlicher Fachliteratur ausarbeiten und verständlich vortragen in Rahmen einer Seminarveranstaltung.

Lehrformen

Vorlesung o. seminaristischer Unterricht mit Übungen oder Laborpraktika, Seminarvortrag

Inhalte

Experimentell orientierter Vorlesungsteil und Praktika:

Die Studierenden erhalten eine Auffrischung ihres Wissens über die zentralen Prinzipien der Signaltransduktion, der Genregulation, und des Metabolismus prokaryotischer und eukaryotischer Zellen, welche für die Synthetische Biologie und biotechnologische Ansätze relevant sind. Sie lernen neue Methoden der Synthetischen Biologie für den Aufbau synthetischer Signal- und metabolischer Netzwerke, sowie Biosensoren und chemisch- und lichtregulierbare Schalter. Die Studenten erhalten einen Einblick in die neuen Beiträge, die die Synthetische Biologie leistet in der Grundlagenforschung und angewandten Bereichen 96 der Agrarwissenschaften, Biomedizin, Pharmazie sowie für die Produktion von Bioenergie und Biomasse. Die Vorlesungen werden durch Laborpraktika begleitet. Hier lernen die Studenten neue Klonierungsmethoden und als Projektaufgabe das selbständige Design, den Aufbau und die Anwendung synthetischer Netzwerke in Prokaryoten und Eukaryoten. Die Studenten werden zelluläre Antworten auf veränderte Umgebungsbedingungen quantitativ messen: konkrete Beispiele sind Messungen, die zu veränderter Genexpression durch Einkopplung von Licht führen (Optogenetische Schalter, zelluläre Zirkadiane Uhr) und Messungen und Auswertung von Metabolitkonzentrationen in Zellen unter verschiedenen Wachstumsbedingungen.

Theoretisch orientierter Vorlesungsteil:

Die Studierenden erlernen den Umgang mit einer einfachen Programmiersprache (Phython), um biochemische Ratengleichung am Computer zu simulieren und statistische Analysen durchzuführen. In den begleitenden Vorlesungen werden dazu die mathematischen Grundlagen (Differentialgleichungen, Statistik) auf einem für Biologen verständlichen Niveau behandelt.

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Learning outcomes / skills

Lecture

The students are able to describe, apply and discuss the fundamental concepts and strategies of state-of-the-art synthetic biology, biotechnology and biomedicine experimental methods. They are able to implement these methodological approaches in new biological contexts. They can independently address specific tasks within these and related research areas.

Theoretical Course

The students are familiar with and able to apply fundamental methods of biomedicine, biotechnology, and synthetic biology. They are able to describe and explain the underlying biological principles of the methods. Furthermore, the students know how to design experiments using these methods to address new biological questions. They are able to independently choose the appropriate methodology to be implemented for specific tasks. The students adopt the principles of good scientific practices and documentation. The students are familiar with the fundamentals of intellectual property protection and dissemination.

Practical course

The students are able to experimentally apply current methods and strategies introduced in the lectures and further discussed in the exercises related to biotechnology, biomedicine, and synthetic biology. The students plan, execute, analyze and properly document/register the results of their experiments. Upon introduction, they are able to accurately handle specific instruments routinely used in molecular and cell biology, microbiology, and biochemistry laboratories.

The students have sufficient practice of the independent, delicate and precise handling and manual operating procedures.

Forms of teaching

Lectures, Theoretical and Practical Course

Forms of teaching

Lectures, Theoretical and Practical Course

Eligibility

- Formal: Admission to Master program

- Content-related: Basic knowledge of molecular and cell biology, biochemistry and microbiology methods.

Examination types

Learning portfolio consisting of:

- Skill area knowledge (60 % of grade): Written exam as evaluation of the module, 120 min.b

- Skill area documentation (40 % of grade): 3 written protocols (analysis and discussion of experimental results.)

Requirements for the award of credit points for this course

1. Regular attendance and active participation (lectures, exercises, practical course, seminar).
2. Preparation and review of experiments.
3. Presentation of methods and results in a short scientific talk of the content of each of the 3 parts of the module.
4. In time submission of a scientific protocol for each of the 3 sections of the course.
5. Pass written examination of skill area knowledge.

Points (1) to (4) are admission requirements for the final module examination.

Relevant for the following study programs/major

M.Sc. Biology, two-year variant (MBIO2)            

Major:

 Synthetic Biology and Biotechnology

 Physiology and Developmental Biology