Lernergebnisse/Kompetenzen

Die Teilnehmer besitzen Grundkenntnisse über die fundamentalen Prinzipien der Biologie erlangen. Kenntnisse über Klassen biologischer Makromoleküle, zellulärer Strukturen und Organellen sowie grundlegender zellulärer Mechanismen (Transkription, Translation, Replikation, Enzymfunktion, Energieproduktion). Kenntnis und Verständnis der DNA Synthese Nach Abschluss des Moduls sind Studierende in der Lage

- die Charakteristika von verschiedenen Klassen biologischer Makromoleküle (Proteine, Lipide, Kohlenhydrate und Nukleinsäuren) zu benennen und ihre Bedeutung im biol. Zusammenhang zu erklären.

- den Zellaufbau, sowie den Prozess der Genexpression von Pro- und Eukaryoten (Genorganisation, Transkription, Translation und posttranslationale Modifizierung von Proteinen) vergleichend wiederzugeben. - die Strukturen, Funktionen und Transportprozesse biologischer Membranen zu erklären.

- die Arbeitsweise von Energiesystemen, Stoffwechselsystemen und Enzymen zu beschreiben.

- ausgewählte molekularbiologische Methoden (siehe Inhalte) zu erläutern und ihre Anwendungsgebiete zu benennen.

- unter Anleitung mit den grundlegenden Messgeräten und Apparaturen (z.B. Feinwaage, Hubkolbenpipette,...) der Molekularbiologie fachgerecht umzugehen und deren Funktionsweise zu erläutern.

Inhalte

Vorlesung

Die Biowissenschaften und ihre chemischen Grundlagen

Eigenschaften und Entstehung des Lebens: Kriterien für Leben; Evolution und natürliche Selektion; Reaktivität von Atomen, Chemische Bindung; Säuren und Basen

Struktur und Funktion biologischer Makromoleküle

Charakterisierung von Makromolekülen (funktionelle Gruppen, Isomerien, Hydrolyse- und Kondensationsreaktionen); Proteine (Aminosäuren, Peptidbindung, Proteinstrukturen, Modifizierung von Proteinen, Proteinfaltung); Kohlenhydrate (Zucker, glykosidische Bindung, Zuckerpolymere, Modifizierung von Zuckern); Lipide (gesättigte und ungesättigte Fettsäuren, Triglyceride, Phospholipide); Nukleinsäuren (Nukleotide, DNA-Strukturen, RNA-Aufbau, Formen von RNA)

Zellen und Zellenergie

Pro- und Eukaryoten; Vielzelligkeit und Zellspezialisierung Strukturmerkmale von Zellen: Mikroskopie; Bestandteile pro- und eukaryotischer Zellen. Zellmembranen und ihre Dynamik: Aufbau biologischer Membranen; Erkennung und Adhäsion von Zellen; Energetik lebender Systeme; Membrantransport; Endo- und Exocytose; Membran als Plattformen für Energieumwandlung, chemische Synthesen und Informationsverarbeitung. Zellen als Energie- und Stoffwechselsysteme: Aktivierungsenergie; Arbeitsweise und Regulation von Enzymen; Energieproduktion in Stoffwechselwegen; Energieumwandlung in Chloroplasten und Mitochondrien

Grundlagen der Genetik

Genexpression bei Pro- und Eukaryoten: Genorganisation; Transkription (Promotoren, RNA- Polymerasen und ihre Hilfsfaktoren); genetische Kode; Translation (Ribosomen, tRNAs, Ablauf der Translation); Transport und post-translationelle Modifizierung von Proteinen. Replikation von DNA: Enzymatische DNA-Synthese; Meselson- Stahl-Experiment; Chemismus der enzymatischen DNA-Synthese; Arbeitsweise von DNA-Polymerasen; Replikationsmechanismus. Führungsstrang + Folgestrang, Strangpolarität, Okazaki- Fragmente, Polymerase-Prozessivität, Klammerprotein, Replisom. Replikationsursprung in Pro- und Eukaryoten. Telomere + Telomerase. Replikationsgenauigkeit: Proofreading. Fehlpaarungsreparatur. Polymerase-Ketten-Reaktion (PCR). DNA-Sequenzierung. DNA Mutationen: Genotyp, Phänotyp, Selektion. Mutationstypen. Ames-Test. Direkte Reparatur, Basen- und NukleotidExzisionsreparatur, Verknüpfung nicht-homologer Strangenden. Homologe Rekombination: Holliday-Struktur, Spleiß- + Flickenrekombinante. SOS-Antwort + Zellzykluskontrolle. Mobile genetische Elemente: Insertionselement, Transposon, Transposon-Replikation

Viren + Bakteriophagen

Genomvielfalt, Aufbau, genereller Replikationszyklus, Lyse + Lysogenie, Retrovirus, Transkription + Replikation, Viroid, Prion

Mikroorganismen

Bakterien: zellulärer Aufbau, Morphologie, Zellteilung, Wachstumskontrolle, Pathogenität, Virulenzfaktoren, DNA Austausch durch Transduktion, Transformation, Konjugation, F-Plasmid, Resistenzmechanismen. Genregulation: Endprodukthemmung, Lac Operon, Substratinduktion Antibiotika-Wirkung, Agardiffusionstest, Minimale Hemmstoffkonzentration. Antibiotika-Resistenz und - Mechanismen. Resistenzplasmid. Genom, essentielle Gene, Restriktion und Modifikation (Restriktionsenzyme).

Molekularbiologische Methoden

DNA-Sequenzierung, Ames-Test, Polymerase-Ketten-Reaktion (PCR), DNA Kartierung, DNA Fingerprinting, Southernblot, Rekombinante DNA-Technologie, Rekombinante DNA Technologie: Klonierung, Kartierung, Restriktion und Ligation, cDNA Klonierung, 14 Geninaktivierung. Heterologe Genexpression. Biotechnologie, Pharming

Eukaryotische Genetik

Monogenetische Erkrankungen. Stammzellen (Typen und Konzepte), Mitose, Meiose, Zellzyklus, die Mendelschen Regeln, Zellkommunikation und Signalketten, Apoptose, Krebs-entstehung, Grundlagen des Immunsystems der Säugetiere

Praktikum

- Charakterisierung von Proteinen (kolorimetrische Proteinbestimmung; Trennung durch denaturierende Polyacrylamidgelelektrophorese; Bestimmung der relativen Molekularmasse mittels Eichgerade).

- Proteinsynthese in Bakterien bei Wachstum auf unterschiedlichen Kohlenstoffquellen (β- Galaktosidase Assay).

- Wirkung von Antibiotika auf Mikroorganismen.

- Erbgut-verändernde Wirkung von Chemikalien bei Bakterien (Ames Test).

- Genexpressionsanalyse durch Färbung von Fliegenzellen.

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Lernergebnisse/Kompetenzen

Die Studierenden können die theoretischen und praktischen Grundlagen der Synthetischen Biologie in prokaryotischen und eukaryotischen Systemen (Hefe, Pflanzen, Tiere) beschreiben und die Prinzipien und Ansätze der molekularen Systembiotechnologie zuordnen. Sie sind in der Lage, die neuen Technologien und Ansätze der Synthetischen Biologie anzuwenden: neue Klonierungsmethoden, synthetische Schalter, signal-, optogenetische und metabolische Netzwerke aufzubauen für die Grundlageforschung sowie biotechnologische Anwendungen. Sie sind in der Lage, wissenschaftliche Fragestellungen zu entwickeln und zu formulieren, Experimente zu planen und die Resultate dokumentieren, selbständig interpretieren und zu präsentieren. Die Studierenden sind imstande die Grundlagen der zellulären Signalverarbeitung und den metabolischen Vorgängen in Prokaryoten und Eukaryoten sowie Konzepten und Methoden der quantitativen Biologie, um diese Systeme zu beschreiben. Dies beinhaltet die Fähigkeit biochemische Ratengleichungen am Computer zu simulieren und statistische Analysen von experimentell gewonnenen Daten durchzuführen. Die Studierenden sind in der Lage das Wissen über das Erstellen und Lösen von Differentialgleichungen zu erläutern. Sie sind in der Lage quantitative Messungen selbständig im Labor durchzuführen, auszuwerten und bewerten. Sie können eigenständig ein selbstausgesuchtes Thema unter Zuhilfenahme englischsprachlicher Fachliteratur ausarbeiten und verständlich vortragen in Rahmen einer Seminarveranstaltung.

Lehrformen

Vorlesung o. seminaristischer Unterricht mit Übungen oder Laborpraktika, Seminarvortrag

Inhalte

Experimentell orientierter Vorlesungsteil und Praktika:

Die Studierenden erhalten eine Auffrischung ihres Wissens über die zentralen Prinzipien der Signaltransduktion, der Genregulation, und des Metabolismus prokaryotischer und eukaryotischer Zellen, welche für die Synthetische Biologie und biotechnologische Ansätze relevant sind. Sie lernen neue Methoden der Synthetischen Biologie für den Aufbau synthetischer Signal- und metabolischer Netzwerke, sowie Biosensoren und chemisch- und lichtregulierbare Schalter. Die Studenten erhalten einen Einblick in die neuen Beiträge, die die Synthetische Biologie leistet in der Grundlagenforschung und angewandten Bereichen 96 der Agrarwissenschaften, Biomedizin, Pharmazie sowie für die Produktion von Bioenergie und Biomasse. Die Vorlesungen werden durch Laborpraktika begleitet. Hier lernen die Studenten neue Klonierungsmethoden und als Projektaufgabe das selbständige Design, den Aufbau und die Anwendung synthetischer Netzwerke in Prokaryoten und Eukaryoten. Die Studenten werden zelluläre Antworten auf veränderte Umgebungsbedingungen quantitativ messen: konkrete Beispiele sind Messungen, die zu veränderter Genexpression durch Einkopplung von Licht führen (Optogenetische Schalter, zelluläre Zirkadiane Uhr) und Messungen und Auswertung von Metabolitkonzentrationen in Zellen unter verschiedenen Wachstumsbedingungen.

Theoretisch orientierter Vorlesungsteil:

Die Studierenden erlernen den Umgang mit einer einfachen Programmiersprache (Phython), um biochemische Ratengleichung am Computer zu simulieren und statistische Analysen durchzuführen. In den begleitenden Vorlesungen werden dazu die mathematischen Grundlagen (Differentialgleichungen, Statistik) auf einem für Biologen verständlichen Niveau behandelt.

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Learning outcomes / skills

Lecture

The students are able to describe, apply and discuss the fundamental concepts and strategies of state-of-the-art synthetic biology, biotechnology and biomedicine experimental methods. They are able to implement these methodological approaches in new biological contexts. They can independently address specific tasks within these and related research areas.

Theoretical Course

The students are familiar with and able to apply fundamental methods of biomedicine, biotechnology, and synthetic biology. They are able to describe and explain the underlying biological principles of the methods. Furthermore, the students know how to design experiments using these methods to address new biological questions. They are able to independently choose the appropriate methodology to be implemented for specific tasks. The students adopt the principles of good scientific practices and documentation. The students are familiar with the fundamentals of intellectual property protection and dissemination.

Practical course

The students are able to experimentally apply current methods and strategies introduced in the lectures and further discussed in the exercises related to biotechnology, biomedicine, and synthetic biology. The students plan, execute, analyze and properly document/register the results of their experiments. Upon introduction, they are able to accurately handle specific instruments routinely used in molecular and cell biology, microbiology, and biochemistry laboratories.

The students have sufficient practice of the independent, delicate and precise handling and manual operating procedures.

Forms of teaching

Lectures, Theoretical and Practical Course

Forms of teaching

Lectures, Theoretical and Practical Course

Eligibility

- Formal: Admission to Master program

- Content-related: Basic knowledge of molecular and cell biology, biochemistry and microbiology methods.

Examination types

Learning portfolio consisting of:

- Skill area knowledge (60 % of grade): Written exam as evaluation of the module, 120 min.b

- Skill area documentation (40 % of grade): 3 written protocols (analysis and discussion of experimental results.)

Requirements for the award of credit points for this course

1. Regular attendance and active participation (lectures, exercises, practical course, seminar).
2. Preparation and review of experiments.
3. Presentation of methods and results in a short scientific talk of the content of each of the 3 parts of the module.
4. In time submission of a scientific protocol for each of the 3 sections of the course.
5. Pass written examination of skill area knowledge.

Points (1) to (4) are admission requirements for the final module examination.

Relevant for the following study programs/major

M.Sc. Biology, two-year variant (MBIO2)            

Major:

 Synthetic Biology and Biotechnology

 Physiology and Developmental Biology

A Master Module on Optogenetic Cell Control, Advanced Microscopy and Quantitative Imaging taught in English.

Optogenetics: The students are able to describe and apply the fundamental concepts and strategies of optogenetics in prokaryotic and eukaryotic biological systems. They can implement these approaches for the understanding and control of cellular processes. The students can design optogenetic molecular switches and implement them in mammalian cell culture and plant cells. The students are able to work precisely and without supervision with measuring equipment, laboratory instruments and process quantitative information with the appropriate software.

Microscopy: The students will be able to independently perform advanced fluorescence microscopic techniques from sample preparation to data analyses in order to solve relevant biological questions. Using molecular biology techniques, the students can independently prepare samples that they analyze afterwards and evaluate in detail using advanced techniques like confocal and super-resolution microscopy. The students get to know the theoretical basis of fluorescence and its describing parameters. They can explain and compare the pros and cons of the different fluorescent techniques, e.g. the superresolution techniques SIM (Structured Illumination Microscopy) and STED (stimulated emission depletion) microscopy. The students will be able to apply these techniques to solve different relevant biological questions and analyze and judge the results of their experiments.

Quantitative Imaging: The students will be able to independently perform experiments in multiwell plates to analyze the quantitative impact of small molecule treatments and RNA interference gene knock-down on cellular phenotypes. The cell samples will be imaged using auto- mated fluorescence microscopy. Subsequently, the CellProfiler software will be used to identify and quantify cellular parameters via image segmentation and object recognition. Numeric data will be subsequently processed with different strategies involving the Python programming language or integrated, graphical analysis platforms (KINME).

Relevant for following study programs/major

M.Sc. Biology Major:

Synthetic Biology and Biotechnology Molecular

Ecology and Evolution

Physiology and Development

Structural Biology

Compatibility with other curricula

M. Sc. Biochemie

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Schlüsselqualifikationen "Von der Idee zum Projekt" (German).

Lernergebnisse/Kompetenzen

Die Studierenden

• erfassen Zusammenhänge zwischen ihren überfachlichen und fachlichen Lernprozessen, ihrer akademischen Professionalisierung, sowie möglichen Berufstätigkeiten.

• benennen relevante professionelle Codices und Regelungen, sind sich grundlegender professioneller Verantwortlichkeiten gewahr und setzen sich mit entsprechenden Wertesystemen und -debatten auseinander.

• geben den Verlauf empirischer Erkenntnisprozesse wieder und berücksichtigen hierbei relevante wissenschaftstheoretische Kriterien. Hierbei planen und dokumentieren sie einfache wissenschaftliche Versuche eigenständig und sachgerecht.

• diskutieren grundlegende Formen graphischer Datenauswertungen, erläutern mögliche Fehler und benennen notwendige Korrekturen.

• benennen, unterscheiden, bewerten und nutzen verschiedene Arten von Informationsquellen und relevanten Literatursorten. Sie recherchieren eigenständig und sachgerecht Fachliteratur unter Nutzung relevanter online-Literaturrechercheportale.

• unterscheiden verschiedene Arten wissenschaftlicher Ergebnispräsentationen.

• arbeiten recherchierte Wissensinhalte selbstständig und sachgerecht auf, erstellen zielgruppengerecht wissenschaftliche Präsentationen und bringen neu erworbenes Fachwissen in wissenschaftliche Diskussionen ein.

• benennen und verinnerlichen Regeln konstruktiven Feedbacks und wenden diese an.

• verinnerlichen relevante Regeln guter wissenschaftlicher Praxis als ihre professionelle Verantwortung und machen sich die Notwendigkeit eines verantwortlichen professionellen Handelns bewusst.

• entwickeln und verfassen recherchebasiert ein Konzept für ein Forschungsprojekt:

• stellen die Relevanz ihres Forschungsansatzes überzeugend dar;
• beschreiben anzuwendende Methoden und begründen deren Wahl;
• plausibilisieren erwartete Ergebnisse, erkennen und benennen potenzielle Hindernisse und Probleme und planen zielführende alternative Strategien.

Inhalte

I.a Vorlesung (1SWS) Schlüsselqualifikationen (3. Semester)

- Zusammenhänge Schlüsselqualifikationen und berufliche Professionalisierung

- Wissenschaftstheoretische Grundlagen - Grundlagen wissenschaftlicher Versuchs-/Studienplanung

- Wissenschaftliche Forschungsdokumentation

- Grundlagen graphischer Datenauswertung - Informations- und (digitale) Medienkompetenz

- Grundlagen (wissenschaftlichen) Präsentierens - Grundlagen verantwortungsvollen Handelns und der Ethik in den Lebenswissenschaften

- Ausbildung, Beruf und Karriere in den Lebenswissenschaften

I.b Übungsseminar (1 SWS) Schlüsselqualifikationen (3. Semester)

- Anwendung und Reflexion von Vorlesungsinhalten im Rahmen von Übungsaufgaben.

- Individuelle grundlegende Erarbeitung bioethisch relevanter Themengebiete und Aufarbeitung zu einer Präsentation. Übung wissenschaftlichen Präsentierens und Diskutierens anhand erarbeiteter Inhalte und Präsentationen.

- Gegenseitige Unterstützung der Studierenden untereinander im Kompetenzausbau individueller Präsentationsfertigkeiten unter Anwendung der Methodik konstruktiven Feedbacks.

II.a Vorlesung (0,5 SWS) „Von der Idee zum Projekt“ (4. Semester)

Entwerfen und Verfassen eines Projektvorschlages:

- Definieren einer Projektidee - Identifizierung der geeigneten Methoden

- Definieren des Zeitrahmens für die vorgeschlagene Arbeit - Erarbeitung eines Gesamtkonzeptes

- Strukturieren der Projektskizze

- Zeitmanagement und Gruppenarbeit zur Vorbereitung der Projektskizze

- Vorgehensweise zur Identifizieren der Bedeutung innerhalb des Forschungsbereiches

II.b Projektarbeit (1,5 SWS) „Von der Idee zum Projekt“ (4. Semester)

In der Projektarbeit werden die in den Vorlesungen (I.a + II.a) vermittelten Kenntnisse an-gewendet. Die Studierenden konzipieren unter Anleitung Forschungsprojekte, die, unter Aus-nutzung von Methoden verschiedener Fächer, offene Fragen der Biologie beantworten sollen. Die Studierenden verfassen in Kleingruppen jeweils eine Projektskizze und stellen diese im Anschluss vor und verteidigen diese.

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Learning Competencies:

The students have basic knowledge of the fundamental molecular mechanisms of the cell. Knowledge on cellular structures as well as processes involved in the flow of information in a cell, e.g. transcription, translation, replication, cell cycle, gene regulation and signalling.

After completing the module, students are able to

• reproduce comparatively the structure of a cell as well as the process of gene expression of pro- and eukaryotes (gene organization and regulation, transcription, translation and post-translational modifications of proteins).
• explain processes of the cell cycle, cell division and replication.
• explain selected molecular biological methods (see content) and name their areas of application.
• deal under supervision with the basic measuring instruments and apparatus of molecular biology and to explain how they work.

Content:

• The cell
  • Prokaryotes and eukaryotes; Components of prokaryotic and eukaryotic cells; Structural features of cells; Multicellularity and cell specialization; Cell division, Cell cycle, Mitosis, Meiosis
  • Cell membranes and their dynamics: structure of biological membranes; Recognition and adhesion of cells; Membrane transport; Endo- and exocytosis; Endomembrane system, glycosylation, cytoskeleton, chemical syntheses and information processing
  • energy conversion in chloroplasts and mitochondria [-> QBio301: Cell Bioenergetics]

• Genes
  • Gene expression in prokaryotes and eukaryotes: gene organization; Transcription (promoters, RNA polymerases and their auxiliary factors); genetic code; Translation (ribosomes, tRNAs, translation process); Transport and post-translational modification of proteins
  • Regulatory RNAs: RNAi, microRNAs, CRSPR-Cas
  • Replication of DNA: Enzymatic DNA Synthesis; Meselson Stahl experiment; Chemism of enzymatic DNA synthesis;
  • How DNA polymerases work; Replication mechanism. Leader strand + follower strand, strand polarity, okazaki fragments, polymerase processivity, clamp protein, replisome. Origin of replication in prokaryotes and eukaryotes. Telomeres + telomerase. Replication accuracy: Proofreading. Mismatch repair.
  • DNA mutations: genotype, phenotype, selection. Mutation types. Direct repair, base and nucleotide excision repair, linking of non-homologous strand ends.
  • Homologous recombination: Holliday structure, splice + patch recombinants. SOS response + cell cycle control
  • Epigenetics: histone modifications, DNA methylation
  • Mobile genetic elements: insertion element, transposon, transposon replication

• Microbes and viruses [-> QBIO101: Network of Life]
  • Genome diversity, structure, general replication cycle, lysis + lysogeny, retrovirus, transcription + replication, viroid, prion
  • bacteria: cellular structure, morphology, cell division, growth control, pathogenicity, virulence factors, DNA exchange through transduction, transformation, conjugation, F-plasmid, resistance mechanisms.
  • Gene regulation: end product inhibition, lac operon, substrate induction, antibiotic effect, antibiotic resistance and mechanisms. Resistance plasmid.
  • Genome, essential genes, restriction and modification (restriction enzymes).

• Molecular Biology Applications
  • DNA sequencing, polymerase chain reaction (PCR), DNA mapping, sequencing, DNA fingerprinting, recombinant DNA technology, recombinant DNA technology: cloning, mapping, restriction and ligation, cDNA cloning, gene inactivation. Heterologous gene expression.
  • Biotechnology
  • Monogenic diseases
  • Stem cells (types and concepts), mitosis, cell cycle, cell communication and signal chains, apoptosis, cancer development

Conditions of Participation: 

Enrolled in Quantitative Biology

Learning Competencies:

The students are familiarized with the principles, approaches and applications of synthetic biology and metabolic engineering, both on the theoretical and experimental side. This includes microorganisms, animal and plant systems (white, red and green). The students are introduced into the development and application of engineering approaches in biology. This includes advanced technologies like biosensors, microfluidics and optogenetics. Students learn how to work with microbial and animal/plant cell cultures, and are guided in a small project from cloning and cultivation up to biocatalyst design, bioreactor cultivation and product purification. In addition, the students are taught the practical handling of bioreactors or fermenters and how they can use various parameter measurements to infer the growth and performance of organisms. The students get an introduction into bench to business approaches.

Content:

• Metabolic and Biochemical Engineering
  • Fundamentals of metabolism
  • History of Biotechnology: past, present, future
  • Changing/rerouting metabolism, role of transporters
  • Laws of Growth, Fermentation
  • Microfluidics
  • Physiological parameters
  • Flux balance analysis
  • Downstream processing
  • Regulatory framework.
  • Microbial platforms: photosynthetic and non-photosynthetic bacteria, yeast, algae.

  • Products: bulk and fine chemicals, polymer precursors, biopharmaceuticals

     

• New enzymes:
  • Metagenomics. Protein engineering function/mechanism. Directed evolution approaches.
  • Selection vs Screening: high-throughput screening (Labor) and Computational Methods (in silico), link to synthetic biology: identify/develop biocatalysts to close gaps in synthetic metabolic networks.
  • Industrial applications.

  • Combination with chemistry, biohybrid systems.

     

• Synthetic Biology: Design-Build-Test-Learn cycle
  • Synthetic biology engineering principles
  • Product specification – bioparts – mathematical modelling – prototyping – testing -validation
  • Synthetic molecular modules and circuits - logic gates
  • Synthetic signal and metabolic networks
  • Synthetic regulation, switches
  • Optogenetics
  • Synthetic molecular tools: biosensors, CRISPR

  • Enabling technologies: flow cytometry, microfluidics, advanced microscopy, 2D and 3D printing, AI – Machine learning algorithms, cell culture, tissue engineering and organoids

     

• Synthetic biology applications: white-green-red
  • Biopharmaceutical design and production. Regulatory frameworks, clinical trials.
  • Biomedicine/personalized medicine. Immuno and cell-therapies.
  • Agriculture
  • Production of fine and bulk chemicals
  • Synthetic evolution/evolutionary engineering: enhancing product tolerance, substrate utilization, growth coupling strategies to increase precursor supply/enhance production
  • Xenogenetics, synthetic organelles and cells. Bottom up vs top down approaches
  • Genome engineering/reduction. De novo engineering.
  • Reconstruction biology / concept of orthogonal systems. Applications in fundamental research.
  • Synthetic microbial communities
  • Synthetic tissues and organoids. Cybergenetics.

Practical:

• Molecular genetic basics for engineering (for bacteria): Plasmids, Genomic integration, Gene expression.
• Mini projects on specific scientific questions using one system as central, e.g. Pseudomonas for metabolite production, across several labs.
• Special emphasis on the protocol writing (industry wise). Links to “Learning scientific approach” (S.1) and project practicals in S.6-8.
• Introduction of a digital lab book for the mini-projects. Corresponding introduction to eLab Journal.

Presentation:

Development of a project dealing with the translation of scientific knowledge into marketable products (including development of new technologies/inventions, market and cost analysis, translational approaches, funding, business strategy). The students will present the project in the form of an elevator pitch as normally done for fund raising rounds with investors.

Conditions of Participation:

Passed Modules QBio201